盛煌娱乐 盛煌

针对上述问题，中南大学周文虎团队构建了聚5-羟色胺功能化的硒纳米平台（PST-SeNPs），利用聚5-羟色胺的强黏膜黏附性延长病灶滞留时间，并顺利获得协同调控GPX4介导的铁死亡通路与巨噬细胞极化状态，实现对“上皮损伤（种子）”与“免疫微环境失衡（土壤）”的双重干预。实验结果显示，该纳米平台稳定性与黏膜黏附性优异，能有效阻断“氧化应激-铁死亡-炎症放大”的核心病理环路，加速黏膜溃疡愈合，为口腔黏膜炎的整合治疗给予了具有转化潜力的新策略。该文章于2026年3月20日以《Multifunctional selenium nanoplatforms for synergistic ferroptosis inhibition and immune microenvironment remodeling in oral mucositis》为题发表于《Biomaterials》（DOI：10.1016/j.biomaterials.2026.124147)。

示意图： PST-SeNPs的设计原理与治疗机制。（A）临床和动物数据显示口腔黏膜炎中铁死亡相关分子通路和硒代谢的紊乱；（B）PST功能化硒纳米颗粒（PST-SeNPs）的合成过程示意图；（C）PST-SeNPs在溃疡部位增强黏附和深层黏膜穿透，实现延长局部滞留和持续释放的示意图；（D）PST-SeNPs顺利获得双调控"GPX4–铁死亡"和"巨噬细胞极化"通路协同抑制铁死亡和调节免疫微环境平衡的治疗机制示意图。

（1）临床转录组分析揭示了硒代谢障碍在口腔黏膜炎发病机制中的关键作用

基于GEO数据库（GSE103412）中舌鳞癌患者与健康人群口腔黏膜组织的转录组数据及临床分级框架进行分析（图1A），结果显示接受放化疗患者的OM严重程度评分显著高于健康对照（p<0.01p<0.01; 图1B）。差异基因分析（∣log⁡2FC∣>1∣log2FC∣>1, 校正后 p<0.05p<0.05）显示，OM组织中多个硒代谢相关关键基因（包括 SEPHS1/2、SELENOS、SELENOP、TXNRD1–4 及 GPX1–4）均显著下调（图1C–G）。ICP-MS分析进一步证实，与对照组相比，OM模型小鼠的口腔黏膜及血清中硒浓度均显著降低（图1H、 I）。氧化应激相关通路分析显示，OM组织中促氧化基因普遍上调，而关键抗氧化基因显著下调（图1J）；同时，上皮屏障完整性及再生修复相关基因（包括 Occludin、Claudin-1 及 CK5）的表达亦显著降低（图1K）。

图1 临床转录组分析揭示口腔黏膜炎中存在硒代谢功能障碍、氧化应激失衡和黏膜修复受损。（A）临床数据分析流程示意图；（B）接受放化疗患者与正常对照的口腔黏膜炎严重程度临床评分；（C）健康对照与放化疗口腔黏膜炎患者硒代谢相关基因差异表达热图；（D–G）硒相关基因（TXNRD1、SELENOS、SELENOF、GPX4）的代表性差异表达谱；（H、I）ICP法测定健康小鼠和化疗诱导口腔黏膜炎小鼠口腔黏膜组织和血清中的硒含量；（J）口腔黏膜炎组织与健康对照氧化应激相关基因热图；（K）口腔黏膜炎与对照样本黏膜修复相关基因（Occludin、Claudin-1、CK5等）热图。

（2）PST-SeNPs的合成与表征

采用一锅法绿色水热合成策略，在亚硒酸盐还原为硒纳米颗粒的同时，5-羟色胺氧化聚合为聚5-羟色胺，成功构建了聚5-羟色胺功能化的硒纳米颗粒（PST-SeNPs）（图2A）。反应过程中溶液由无色逐渐变为深红棕色，表明亚硒酸盐被还原为单质硒（图2B）。动态光散射显示PST-SeNPs的平均水合粒径为93.5 ± 2.6 nm，透射电镜确认其均匀分散的球形形貌，核心直径约14.4 ± 1.1 nm（图2C）。Zeta电位为−4.7 ± 1.6 mV。ICP-MS分析显示硒的载药量约为25.2%（w/w），包封率为96.4%，体外释放行为显示PST-SeNPs具有pH响应性，在pH 6.0条件下8 h内释放率约为85%。UV-vis吸收光谱在270–320 nm范围内呈现宽谱带（图2D）。XPS分析确认C、N、O和Se元素的存在，硒原子占比21.35%（图2E），高分辨率C 1s、N 1s、O 1s和Se 3d谱分别显示C=O/C–O键、–NH/–NH₂、C–O及Se 3d₅/₂/Se 3d₃/₂特征峰（图2F–I），确认单质硒（Se⁰）的形成。PST-SeNPs对ABTS⁺·自由基的IC₅₀值为3.68 μg/mL（图2J），并可浓度依赖性地清除·O₂⁻、·OH和·NO（图2K–M），电子自旋共振波谱进一步确认其可降低·OH和·O₂⁻的ESR信号强度（图2N、O）。

图2 PST-SeNPs的合成、表征及抗氧化性能评价。（A）PST-SeNPs一步水热合成示意图；（B）合成过程中颜色变化的代表性照片；（C）PST-SeNPs均匀球形形貌的TEM图像；（D）PST和PST-SeNPs的紫外-可见光谱；（E–I）PST-SeNPs的XPS分析：（E）全谱；（F）C 1s；（G）N 1s；（H）O 1s；（I）证实Se0形成的Se 3d谱图；（J–M）自由基清除活性定量分析，包括ABTS+·、·O2−、·OH和·NO自由基；（N–O）ESR光谱显示PST-SeNPs浓度依赖性清除·OH和·O2−自由基。

（3）比较PST-SeNPs与常规SeNPs的性能优势

以谷胱甘肽还原法合成的硒纳米颗粒（GSH-SeNPs）为对照（图3A），PST-SeNPs的平均水合粒径为93.5 ± 2.6 nm，显著小于GSH-SeNPs的203 ± 3 nm（p<0.01p<0.01; 图3B），总产率较GSH-SeNPs提高约26%（图3C）。透射电镜观察显示PST-SeNPs分散均匀、形貌规整，而GSH-SeNPs呈现明显聚集。在清除ABTS⁺·、·O₂⁻和·OH等多种自由基的半数抑制浓度（IC₅₀）方面，PST-SeNPs均显著低于GSH-SeNPs（图 3D、E）。室温储存8天后，PST-SeNPs粒径无明显变化，而GSH-SeNPs出现明显聚集和沉降。体外黏蛋白包被玻片模型显示，PST-SeNPs的黏附强度较GSH-SeNPs提高约67%（图3F、G）。小鼠局部给药后，GSH-SeNPs的荧光信号在24 h内衰减至本底水平，而PST-SeNPs的荧光信号可维持至120 h（图3H、I）。给药后8 h的免疫荧光共定位分析显示，PST-SeNPs（Cy5.5标记，红色）与口腔上皮角蛋白CK5（绿色）及细胞核（DAPI，蓝色）呈现高度空间重叠，形成明显的黄色融合信号（图3J），而GSH-SeNPs呈现微弱弥散的荧光信号（图3K）。

图3 PST-SeNPs与常规SeNPs的合成效率、稳定性、抗氧化活性及口腔黏附性能比较。（A）GSH-SeNPs与PST-SeNPs在组成和功能上差异的示意图；（B）粒径分布的动态光散射分析；（C）GSH-SeNPs与PST-SeNPs的产物产率比较；（D）自由基清除（ABTS+·、·O2−、·OH和·NO）的IC50值；（E）浓度依赖性·O2−清除活性；（F）游离FITC、GSH-SeNP/FITC和PST-SeNP/FITC在黏蛋白包被载玻片上的代表性荧光图像；（G）黏膜黏附效率定量分析；（H）不同时间点PBS、GSH-SeNPs和PST-SeNPs滞留行为的代表性体内荧光图像；（I）（H）的荧光强度定量分析；（J）给药后8 h Cy5.5标记SeNPs（红色）、CK5（绿色）和细胞核（蓝色）分布的共定位图像；（K）共定位结果定量分析。

（4）估PST-SeNPs对细胞增殖、迁移和血管生成的促进作用

以人原代口腔角质形成细胞（HOK）和人脐静脉内皮细胞（HUVEC）为模型，以GSH-SeNPs（简称为SeNPs）和PST为对照（图4A）。CCK-8法检测显示，当硒浓度低于320 ng/mL时，两种细胞的存活率均维持在80%以上。在1、3、5天的培养中，PST-SeNPs组在各时间点的OD₄₅₀值均最高，第1天为0.61 ± 0.02，显著高于对照组（0.45 ± 0.03）、SeNPs组（0.54 ± 0.04）和PST组（0.54 ± 0.04）（p<0.001p<0.001），第5天增至2.24 ± 0.15（图4B）。集落形成实验显示，PST-SeNPs组平均集落数为（1.84 ± 0.10）× 10³个/孔，显著高于对照组（0.65 ± 0.05 × 10³）、SeNPs组（1.21 ± 0.17 × 10³）和PST组（1.06 ± 0.10 × 10³）（p<0.001p<0.001）（图4C、D）。划痕实验显示，24 h后PST-SeNPs组的伤口愈合率为53.9 ± 3.5%，显著高于对照组（17.5 ± 6.5%）、SeNPs组（38.8 ± 3.6%）和PST组（31.1 ± 3.8%）（p<0.001p<0.001）（图4E、F）。Matrigel管形成实验显示，PST-SeNPs组在6 h内形成连接良好、形态完整的血管网络，在管数、环数、分支点和总管长度方面均显著优于各对照组（图4G–K）。

图4 PST-SeNPs促进口腔角质形成细胞增殖、迁移和血管生成。（A）PST-SeNPs细胞评价示意图；（B）CCK-8法检测对照组、SeNPs、PST和PST-SeNPs处理不同时间点的OD450值；（C）不同处理增殖效果的克隆形成实验代表性图像；（D）（C）的克隆数定量分析；（E）划痕愈合实验显示SeNPs、PST和PST-SeNPs的促迁移活性；（F）（E）的伤口闭合率定量分析；（G）Matrigel管形成实验评估不同处理的促血管生成活性；（H–K）管数、环数、分支点和总管长的定量分析。

（5）PST-SeNPs抑制铁死亡和调控GPX4通路

在过氧化氢（H₂O₂）诱导的人原代口腔角质形成细胞（HOK）模型中，免疫荧光分析显示，H₂O₂处理组GPX4信号微弱，SeNPs组和PST组分别使GPX4荧光强度增加1.8倍和1.1倍，PST-SeNPs组增加3.2倍，且细胞内分布更为均匀（图5A、B）。qPCR分析显示，PST-SeNPs组Gpx4 mRNA表达水平约为对照组的2.0倍，显著高于SeNPs组（1.67倍）和PST组（1.38倍）（图5C）。ACSL4转录水平在H₂O₂暴露后显著升高，PST、SeNPs和PST-SeNPs处理均可逆转该诱导，其中PST-SeNPs抑制作用最强，使ACSL4水平恢复至接近正常值（图5D）。H₂O₂刺激使GSSG/GSH比值升至60.2 ± 2.8%，丙二醛（MDA）水平升至1.32 ± 0.11 nM/mg蛋白，PST-SeNPs处理将GSSG/GSH比值恢复至16.6 ± 2.0%，MDA含量降低61%至0.52 ± 0.11 μM/mg蛋白（图5E、F）。BODIPY 581/591C11探针染色显示，PST-SeNPs组氧化型荧光强度仅为H₂O₂组的15.3%，接近对照组水平（图5G、I）。流式细胞术检测显示，PST-SeNPs显著降低ROS积累（图5J、L）。

图5 PST-SeNPs顺利获得上调GPX4抑制铁死亡保护口腔角质形成细胞。（A）不同处理后GPX4（绿色）和细胞核（蓝色）的代表性免疫荧光图像；（B）（A）中GPX4荧光强度定量分析；（C–D）RT-PCR检测Gpx4和Ascl4的相对mRNA表达水平；（E–F）生化试剂盒测定细胞内GSH/GSSG比值和MDA含量；（G）BODIPY 581/591C11探针检测脂质过氧化的代表性荧光图像，显示氧化态（绿色）和还原态（红色）；（H–I）脂质氧化水平的流式细胞术分析及定量；（J）代表性细胞内ROS荧光图像；（K–L）细胞ROS水平的流式细胞术分析及定量；（M）PST-SeNPs顺利获得GPX4信号通路调控HOK细胞铁死亡的分子机制示意图。

（6）PST-SeNPs顺利获得自由基清除和巨噬细胞表型调制产生双重抗炎作用

在脂多糖（LPS）刺激的RAW 264.7巨噬细胞炎症模型中，CCK-8法检测显示硒浓度≤320 ng/mL时细胞存活率维持在80%以上。共聚焦激光扫描显微镜和流式细胞术分析显示，PST-SeNPs的内吞效率高于未修饰SeNPs，内吞抑制实验表明SeNPs主要顺利获得网格蛋白介导的内吞途径内化，而PST-SeNPs主要经由小窝蛋白介导的内吞和巨胞饮途径进入细胞。荧光探针检测显示，PST-SeNPs对H₂O₂、O₂⁻·、·OH、ONOO⁻和NO等多种自由基的总体清除效率约为70%，高于SeNPs（约50%）和PST（约30%）（图. 6A–F）。PST-SeNPs处理可增强GPX4为中心的抗氧化防御，上调GPX4蛋白和mRNA表达，显著降低细胞内GSSG/GSH比值，同时BODIPY 581/591C11染色显示脂质过氧化水平显著降低。RT-qPCR分析显示，PST-SeNPs显著下调促炎（M1）标志物（Tnf、Il6、Nos2、Il1b），上调抗炎（M2）标志物（Arg1、Cd206、Il10）（图6G），免疫荧光染色显示CD206⁺ M2型巨噬细胞显著增加，CD86⁺ M1型细胞相应减少（图 6H–J）。流式细胞术定量分析显示，PST-SeNPs处理后M1型（CD86⁺/CD206⁻）细胞比例降低约70%，M2型（CD86⁻/CD206⁺）细胞比例增加约59%（图6K–N）。

图6 PST-SeNPs清除多种自由基并诱导巨噬细胞从促炎M1向抗炎M2表型极化。（A）不同纳米颗粒处理后多种自由基（RONS、H2O2、·OH/ONOO−、O2−·和NO·）胞内水平的代表性荧光图像；（B–F）纳米颗粒处理后各自由基（RONS、H2O2、·OH/ONOO−、O2−·和NO·）荧光强度的流式细胞术分析；（G）RT-PCR定量经典炎症介质（Il6、Tnf、Il10）、M1标志物（Nos2、Il1b）和M2标志物（Arg1、Cd206）的热图；（H）不同处理组M1（CD86，绿色）、M2（CD206，红色）和细胞核（DAPI，蓝色）免疫荧光共定位代表性图像；（I–J）（H）中CD86和CD206表达的荧光强度定量分析；（K–L）CD86和CD206表面标志物流式细胞术检测；（M–N）M1（CD86+/CD206−）和M2（CD86−/CD206+）巨噬细胞比例的流式结果定量分析；（O）PST-SeNPs调控RONS清除和巨噬细胞极化的双重抗炎机制示意图。

（7）口腔黏膜炎治疗中PST-SeNP的体内有效性评估

采用5-氟尿嘧啶联合局部醋酸刺激建立小鼠口腔黏膜炎模型（图7A），实验动物随机分为Sham组、PBS组、SeNPs组、PST组和PST-SeNPs组。造模后第1天，所有小鼠均出现典型口腔黏膜炎表现。PST-SeNPs组小鼠在第4天溃疡面积显著缩小，第5天黏膜基本修复（图7B），溃疡面积和组织损伤评分均显著低于其他各组（图7C、D）。PST-SeNPs组自第4天起摄食行为恢复正常，体重显著回升（图7E、F）。H&E染色显示，PBS组上皮广泛糜烂、炎性浸润密集，PST-SeNPs组黏膜近乎完全重建，上皮层陆续在、肉芽组织丰富、血管化良好、炎性浸润显著减少（图7G）。Masson染色显示，PST-SeNPs组胶原纤维网络最致密且排列有序（图7H），上皮厚度和再上皮化率均显著增加（图7I、J）。

图7 PST-SeNPs缓解口腔黏膜炎症并促进体内组织修复。（A）动物治疗方案示意图；（B）治疗后不同时间点口腔黏膜代表性大体图像；（C）各组口腔黏膜炎症临床评分；（D）治疗期间溃疡面积变化的定量分析；（E）治疗期间小鼠摄食量曲线；（F）治疗期间小鼠体重变化；（G）口腔黏膜组织代表性H&E染色图像；（H）口腔黏膜组织代表性Masson三色染色图像；（I–J）上皮厚度和再上皮化率的定量分析。

（8）转录分析显示,PST-SeNPs 可协同调控抗氧化、免疫-炎症和组织修复网络

对Sham组、PBS组和PST-SeNPs组口腔黏膜组织进行RNA测序分析。差异基因表达分析（∣log⁡2FC∣>1∣log2FC∣>1，校正后 p<0.05p<0.05）显示，与PBS组相比，PST-SeNPs组有957个基因显著上调、313个基因显著下调（图8A、B）。KEGG通路富集分析显示，组织修复相关通路（PI3K–Akt信号、黏着斑、ECM–受体相互作用）显著富集，铁死亡、谷胱甘肽代谢和矿物质吸收通路活性增强，而炎症信号通路（TNF、Toll样受体、JAK–STAT）显著抑制（图8C）。GO富集分析显示，在生物学过程层面，差异基因主要富集于铁离子稳态、谷胱甘肽代谢和ROS清除等通路；在细胞组分层面，显著富集于线粒体基质、过氧化物酶体、紧密连接和细胞外基质组分；在分子功能层面，抗氧化活性、氧化还原酶活性、谷胱甘肽过氧化物酶活性、细胞因子结合、生长因子活性和ECM结合等功能增强（图8D）。热图显示，PST-SeNPs显著上调硒蛋白（如GPX1–4、SELENOP、TXNRD1–3）表达，抑制促炎细胞因子（如IL-6、IL-1β、TNF-α）表达，并上调抗氧化酶（如SOD、CAT、GPX1）及黏膜修复相关基因（如MUC1、MUC4、CK5、TGF-β、VEGF）表达（图8E–G）。

图8 RNA-Seq分析揭示PST-SeNPs系统逆转口腔黏膜炎的分子网络。（A）Sham组、PBS组和PST-SeNPs组转录组谱的主成分分析（PCA）；（B）各组间差异表达基因（DEGs）的韦恩图；（C）DEGs的KEGG通路富集分析，突出抗氧化、免疫和组织修复相关信号通路；（D）基因本体论（GO）富集分析，按生物学过程（BP）、细胞组分（CC）和分子功能（MF）分类；（E）硒代谢和铁死亡相关基因表达水平热图；（F）氧化应激调控相关基因热图；（G）黏膜修复相关基因表达热图。

（9）PST-SeNPs顺利获得抑制铁杆菌和免疫微环境重编程,可协同作用缓解黏膜损伤

免疫荧光染色显示，PBS组上皮细胞中GPX4表达显著降低（图9A），PST-SeNPs处理后GPX4表达显著恢复，且高于SeNPs和PST单药组。免疫组化染色显示，PBS组ACSL4表达显著升高，主要定位于受损上皮区域（图9C、D），PST-SeNPs处理后ACSL4表达几乎完全抑制，恢复至接近Sham组水平。三重免疫荧光染色显示，PBS组以F4/80⁺CD86⁺ M1型巨噬细胞浸润为主，PST-SeNPs组以F4/80⁺CD206⁺ M2型巨噬细胞为主，M2型比例显著高于其他治疗组（图9E、F、G）。免疫组化和ELISA检测显示，PST-SeNPs处理显著降低IL-6、TNF-α和IL-1β的表达和分泌水平（图9H–J）。上述结果表明PST-SeNPs顺利获得上调GPX4、抑制ACSL4、阻断脂质过氧化抑制铁死亡，并顺利获得ROS清除和巨噬细胞M1向M2表型极化重编程免疫微环境（图9L）。

图9 PST-SeNPs顺利获得抑制上皮细胞铁死亡和调节巨噬细胞极化发挥治疗作用。（A）各治疗组口腔黏膜组织中GPX4（红色）和细胞核（蓝色）的代表性免疫荧光图像；（B）不同治疗组ACSL4表达的免疫组织化学染色；（C）巨噬细胞三重免疫荧光代表性图像：F4/80（品红色）、CD86（红色，M1标志物）、CD206（绿色，M2标志物）和细胞核（DAPI，蓝色）；（D）（A）中GPX4荧光强度定量分析；（E）（B）中ACSL4阳性区域定量分析；（F–G）（C）中CD86+和CD206+巨噬细胞定量分析；（H–I）IL-6和TNF-α的代表性免疫组织化学图像；（J–K）（H和I）中IL-6和TNF-α阳性染色定量；（L）PST-SeNPs顺利获得GPX4通路抑制铁死亡维持口腔黏膜组织完整性的机制示意图。

（10）PST-SeNPs 重建黏膜结构,并顺利获得多维机制加速组织修复

以细胞角蛋白5（CK5）标记基底上皮细胞，PBS组上皮层明显变薄、结构紊乱，CK5信号微弱，PST-SeNPs组呈现强而陆续在的CK5阳性上皮结构，荧光强度高，分层接近正常（图10A、C）。CD31与α-SMA双免疫荧光染色显示，PBS组血管网络稀疏、碎片化，PST-SeNPs组形成陆续在CD31阳性内皮管腔、周围α-SMA阳性周细胞紧密包绕的成熟血管网络，CD31和α-SMA表达均显著增加（图10B, D, E）。CD11b染色显示，PBS组溃疡区聚集大量CD11b⁺炎性细胞，PST-SeNPs组CD11b⁺细胞浸润最少（图10F、 G）。免疫组化结果显示，PST-SeNPs组TGF-β和VEGF表达水平最高（图10H–K）。上述结果表明PST-SeNPs顺利获得促进CK5⁺基底上皮增殖、激活α-SMA⁺成纤维细胞与CD31⁺血管生成、抑制CD11b⁺炎性细胞浸润、上调TGF-β/VEGF信号轴，实现多维度的黏膜修复（图10L）。

图10 PST-SeNPs顺利获得协调上皮增殖、血管生成和免疫调节加速黏膜修复。（A）治疗后口腔黏膜组织中细胞角蛋白5（CK5，绿色）和细胞核（DAPI，蓝色）的代表性免疫荧光图像；（B）CD31（绿色）、α-SMA（红色）和细胞核（DAPI，蓝色）双重免疫荧光染色显示血管结构；（C）CK5荧光强度定量分析；（D–E）CD31+内皮细胞和α-SMA+周细胞表达的定量分析；（F）CD11b+炎症细胞（红色）和细胞核（蓝色）的代表性荧光图像；（G）CD11b+细胞浸润定量；（H–I）TGF-β和VEGF的代表性免疫组织化学染色；（J–K）TGF-β和VEGF阳性区域定量分析；（L）PST-SeNPs在口腔黏膜组织中触发的多维再生程序示意图。